Правила содержания лабораторных животных. Правила кормления лабораторных животных. Штатная численность обслуживающего персонала вивария

В экспери­ментальных исследованиях правильное содержание и корм­ление лабораторных животных как до, так и во время опыта имеет очень большое значение.

Нарушение режима и рациона питания, несоблюдение ги­гиенических мероприятий при кормлении способствуют ослаб­лению организма животных и повышению их восприимчиво­сти к различным инфекционным и соматическим заболевани­ям. Возникновение их в течение опыта может привести к искажению результатов исследования и, следовательно, к не­правильным заключениям. В кормовой рацион нужно вводить все необходимые для животного организма вещества (белки, углеводы, жиры минеральные вещества, витамины и вода). Из концентратов кролики и морские свинки получают пшено, овес, пшеницу, ячмень, горох, чечевицу, вику кукурузу. Суточная норма концентратов: для взрослых кроликов-80 г, для молодняка-60 г, для морских свинок-20-25 г. Желательно давать в суточной норме животным смесь семян нескольких (2-3) культур. Кроли­ков и свинок можно кормить отходами пищевой промышленности (льняной, подсолнечный и конопляный жмых, пшеничные отруби). Жмых скармли­вают в запаренном и дробленом виде, а отруби-с корнеплодами или жмыхом. Суточные нормы отходов и отрубей-15-20 г для кроликов и 5-10 г для морских свинок.

Из сочных кормов кроликам и свинкам дают хорошо вымытую и наре­занную ломтиками красную морковь (витамин А), репу, свеклу, турнепс и брюкву. Введение в рацион сочных кормов в осенне-зимний период обяза­тельно. Суточная норма корнеплодов для кро­ликов 100-120 г, для морских свинок-80-100 г. Незаменимым кормом для кроликов и свинок в летнее время является свежая трава и овощная зелень, а зимой-проращенное зерно. Из грубых кормов дают сено хорошего каче­ства, а для кроликов также древесный корм (ветки липы, березы, осины, клена, тополя). Поят животных натуральным (пастеризованным или кипя­ченым или ацидофильным) молоком и чистой нехолодной водой. Кроликам молоко необходимо не только для молодняка, но и для беременных и кормя­щих самок.

Белым мышам и крысам дают овес, пшеницу, пшено, ячмень, льняное, конопляное, подсолнечное семя. Во избежание ожирения животных семена масличных культур вводят в рацион в небольших количествах. Суточная норма концентратов: 3-5 г для мышей и 12-15 г для крыс. В корм идут также пшеничный хлеб (кислый ржаной хлеб может вызвать поносы), сухари, каши (овсяная, перловая, пшенная), молодняку-манная каша на молоке. Кроме того, в рацион входят морковь, яблоки-антоновка (последние особенно необходимы при желудочно-кишечных заболеваниях) и зеленые корма (салат, шпинат, морковная ботва).

Ковалевский рекомендует вводить в рацион крысам вареную свеклу и картофельное пюре. Суточная норма хлеба и круп для мышей 3-3,5 г, для крыс-15-20 г, сочных кормов-соответственно 0,5-1 и 2-3 г, зеле­ных кормов, вымытых кипяченой водой и нарубленных,-2-3 и 4-6 г, молоко натуральное (пастеризованное или кипяченное в течение 4-5 ми­нут) или ацидофильное-в количестве 4-5 г мышам и 6-8 г крысам (часть молока используется для приготовления каш).

Кроме того, ежедневно все животные должны получать поваренную соль: мыши-по 0,01 г, крысы-по 0,07 г (в кашу), свинки-0,1 г, кролики-по 0,5 г (в виде раствора с концентратами) и костяную муку, примерно в таких же количествах. В каждую клетку для мышей и крыс кладут кусок 1 -5 г) мела из расчета на 3-4 дня. Для обогащения кормов витаминами в осенне-зимний период дают рыбий жир, сухие облученные дрожжи, томат­ный сок, а свинкам, кроме того, сок черной смородины, настойку шипов­ника (витамин С) и т.п.

Суточная норма рыбьего жира: 0,5 г кроликам, 0,3 г свинкам, 0,2 г крысам и 0,1 г мышам (с концентратами или на хлебе). В качестве подстилки для кроликов применяют солому, торф; для мышей и крыс- мелкое сено.

Кормят и поят животных два раза, а кормящих самок-три раза в сутки, в точно установленное время. Кормушки лучше всего глиняные (из обожженной глины), достаточного веса во избежание перевертывания их животными и удобные для чистки (мойки). Кормушки ежедневно очищают и моют горячей водой. В каждой клетке должно быть по две кормушки: для концентратов и для пойла. Корма задают только свежие.

Тема 4. Использование лабораторных животных в диагностических исследованиях. Цели использования лабораторных животных в вирусологии

Задание к следующему занятию

Подведение итогов занятия

Задания

1. Найти под световым микроскопом в препаратах и зарисовать:

а) цитоплазматические тельца-включения;

б) внутриядерные тельца-включения;

в) вирионы вируса оспы в окраске по Морозову.

2. Ознакомиться с устройством и принципом работы электронного микроскопа.

3. Дешифрировать электронные микрофотографии вирионов разных вирусов (дать их схематический рисунок).

Самостоятельная работа студентов

Студенты знакомятся с устройством светового, люминесцентного и электронного микроскопов (в лаборатории), зарисовывают схему строения электронного микроскопа. Знакомятся с подготовкой препаратов для электронной микроскопии. Просматривают готовый препарат в люминесцентном микроскопе. Зарисовывают схему прямого и непрямого метода РИФ.

Контрольные вопросы:

1. Устройство электронного микроскопа.

2. Методы подготовки препаратов для просмотра в электронном микроскопе.

3. Люминесцентную микроскопию (РИФ) прямой и непрямой методы.

4. Значение электронной и люминесцентной микроскопии в вирусологических исследованиях.

Цель занятия: ознакомить студентов с требованиями к видам лабораторных животных, их карантинированием, содержанием, кормлением, мечением.

Оборудование и материалы: набор инструментов в стерилизаторе (ножницы, иглы, шприцы, пинцеты, корнцанги), лабораторные животные, ватные спиртовые тампоны краски для мечения, эфир, ксилол, мультимедийное оборудование, плакаты и презентации MS Office Power Point по теме занятия.

Объяснение преподавателя: Большинство вирусов разных таксономических групп могут быть отличимы друг от друга на основе патогенности для лабораторных животных разных видов или возраста.

4.1 Виды лабораторных животных. Наиболее широко в вирусологических лабораториях применяют мышей, бе­лых крыс, кроликов, морских свинок, хомяков, цыплят. У молодых мышей экс­периментально воспроизводят грипп, альфа- и флавивирусные инфекции, ящур (на новорожденных мышатах) и др. Они восприимчивы ко многим вирусам, их легко разводить и с ними удобно работать. Лучше использовать мышей инбредных линий, так как они почти одинаково реагируют на тот или иной вирус. У крыс также создают инбредные линии, но эти животные более устойчивы к оп­ределенным вирусным инфекциям, чем мыши. Онкогенность некоторых виру­сов широко изучают на золотистых хомячках. Для вирусологических опытов обычно используют гладкошерстных морских свинок массой 250–300 г.

Ту или иную инфекцию иногда изучают на животных нескольких видов, об­ладающих разной чувствительностью к данному вирусу, что позволяет диффе­ренцировать вирусы, вызывающие клинически сходные симптомы болезни (на­пример, ящур, везикулярный стоматит, везикулярная экзантема и везикулярная болезнь свиней).

По генетическим качествам лабораторных животных делят на четыре группы:

1) животные смешанного происхождения, полученные от разных животноводов, такие животные гетерогенны;

2) животные, полученные непосредственно из од­ного источника, однако генетически такие животные вариабельны;

3) инбредные линии животных. Их получают в результате спаривания брата с сестрой или родителей с детьми по крайней мере не менее 20 поколений. При таком методе разведения достигается все возрастающая степень гомозиготности.

4) однородные гибриды F 1 . Высокая степень гетерозиготности, характерная для каждого гибрида, связана здесь с генетическим однообразием, которое соответствует степени гомозиготности родительских линий. Как правило, однородные гибриды F 1 менее изменчивы, чем обе родительские ли­нии. Животные-мутанты имеют отдельно выраженный наследственный фактор, который обусловливает видимое отклонение от нормальной формы.

Отрицательная сторона выделения вируса на лабораторных животных – воз­можность диагностических ошибок вследствие активации скрытого вирусоносительства. В этом случае развитие симптомов болезни после введения матери­ала не следствие действия введенного вируса, а результат самой процедуры, на­рушающей предшествующее равновесие в организме. В это время проявляется вирус или другой инфекционный агент, длительно персистирующий в организ­ме. Выражается это резкими неврологическими симптомами (повороты вдоль длинной оси тела).

Наличие скрытой вирусной инфекции может также выражаться уменьшени­ем или исчезновением чувствительности животных к исследуемому вирусу вслед­ствие явления интерференции. Возможен и противоположный эффект, а имен­но – явление синергизма в действии вирусов, что дает иногда результаты, труд­ные для правильной интерпретации.

Для некоторых вирусологических работ, например при выделении вируса с невыясненными болезнетворными свойствами, необходимо использовать гнотобиотов. Термин «гнотобиоты» объединяет две категории животных: безмик­робных (стерильных), не содержащих никаких жизнеспособных микробов, и гнотофор – носителей одного (моногнотофоры), двух (дигнотофоры) или более (полигнотофоры) микроорганизмов. В настоящее время безмикробные животные по динамике роста делятся на три группы: I – обезьяны, поросята, цыплята растут лучше обычных животных или наравне с ними; II – крысы, мыши, собаки, кошки растут наравне с обычными животными; III – морские свинки, кролики, козлята, ягнята растут хуже обычных животных.

Стерильных птиц получают посредством инкубации яиц со стерильной скор­лупой в стерильном инкубаторе, лабораторных животных – путем кесарева се­чения или гистерэктомии. Содержат животных в стерильных изоляторах. Воз­дух, вода и корм должны быть стерильными.

Особое значение среди гнотобиотов занимают СПФ-животные (Specific pathogen free), которые свободны только от патогенных микроорганизмов. В их организме имеются все необходимые для нормальной жизнедеятельности бактерии и ви­русы, которые в совокупности создают группу так называемой резидентной (по­лезной) микрофлоры. В настоящее время получены лабораторные СПФ-живот­ные – крысы, морские свинки, кролики, поросята, птицы и др.

4.2 Цели использования лабораторных животных. В настоящее время лабораторных животных используют в вирусологии для:

– обнаружения вируса в патматериале;

– первичного выделения вируса из патматериала;

– накопления вирусной массы;

– поддержания вируса в лаборатории в активном состоянии;

– титрования вируса;

– получения гипериммунных сывороток;

– в качестве тест-объекта в реакции нейтрализации.

В вирусологии используют кроликов, морских свинок, белых крыс, белых мышей, золотистых хомячков. Однако только некоторые вирусы удается культивировать на животных перечисленных видов. Во многих случаях для тех же целей используют других чувствительных к данному вирусу животных: кур, голубей, котят, щенков и т. д. Так, биопробу при диагностике оспы птиц ставят на курах, оспы овец – на овцах, чумы свиней – на подсвинках.

4.3 Требования к лабораторным животным. Комплектуя группы животных для вирусологических исследований, необходимо выполнять следующие требования:

– животное должно быть чувствительным к данному вирусу;

– возраст его имеет большое значение для культивирования многих вирусов. Большинство вирусов лучше размножается в организме молодых и даже новорожденных животных. Например, для биопробы на бешенство и ящур используют мышей-сосунов, на ларинготрахеит птиц – цыплят. Но в то же время заражение взрослых кроликов вирусом болезни Ауески ведет к появлению ярких и специфичных клинических признаков заболевания;

– стандартная чувствительность достигается подбором животных определенного возраста и одинаковых по массе;

– лабораторные животные должны быть здоровы. Животные, поступающие в виварий вирусологической лаборатории, должны быть привезены из благополучного по инфекционным заболеваниям хозяйства. Их содержат изолированно, т. е. в карантине (белых мышей и крыс 14 дней, а остальных животных 21 день). В этот период за животными ведут ежедневное клиническое наблюдение. При подозрении на наличие инфекционной болезни животных подвергают лабораторному исследованию. В случае установления инфекционного заболевания среди животных всю поступившую партию уничтожают.

4.4 Содержание лабораторных животных. Виварий для лабораторных животных должен иметь основное помещение для животных, моечную (с боксом, сушиль­ными и стерилизационными установками), кухню для приготовления корма с одним по крайней мере столом, оборудованным для приготовления корма, и холодильником для скоропортящихся продуктов, кладовую, операционную, гар­дероб и санитарное помещение для обслуживающего персонала. Помещения должны быть чистыми. Стены и полы легко дезинфицируемыми. Запасы корма следует хранить в специальных помещениях. В местах содержания опытных животных желательно иметь гигрометр и термометр.

Мышей, крыс, хомяков и морских свинок в период опыта рекомендуется содержать в стеклянных банках с крышкой из проволочной сетки или перфори­рованного листового железа. Это облегчает наблюдение за ними, а банки легко чистить и дезинфицировать. Можно содержать животных в металлических клет­ках, которые также легко дезинфицировать.

В качестве подстилки применяют материалы, которые адсорбируют влагу и могут быть использованы животными для постройки гнезда: стружку для мы­шей, крыс, хомяков, морских свинок, хорьков, кур; опилки для крупных мы­шей, крыс, хомяков, хорьков, кур; солому для хомяков, морских свинок, кроли­ков, собак, кур; мякину для мышей, крыс; сено для мышей, крыс, хомяков, хорьков, кур; песок для кур. Следует использовать такую подстилку, которая образует как можно меньше пыли, так как последняя может привести к заболева­нию органов дыхания. Любую подстилку необходимо предварительно стерили­зовать при 100 °С в течение 30 мин.

Помещения для лабораторных животных периодически дезинфицируют, осо­бенно перед размещением новой партии животных. Это относится и к предме­там ухода за животными (лопаты, скребки, метелки и др.), которые соприкаса­ются с навозом и различными отбросами из помещения. После окончания каж­дого опыта клетки обязательно обрабатывают дезинфицирующими растворами, чему должна предшествовать чистка как клеток, так и помещения.

Посуду для корма и воды ежедневно смачивают дезинфицирующим раствором, после чего моют и споласкивают чистой водой. Помещения обрабатывают 1% раствором едкого натра, который используют в течение суток. Дезковрики пропитывают свежим раствором каждые 2 дня. Для дезинфекции предме­тов ухода, мытья полов и посуды рекомендуется использовать 3% раствор хлорамина, который должен быть применен в течение 2 ч. В виварии необходи­мо уничтожать вредителей: мух, комаров, блох, власоедов, клещей, вшей, му­равьев, мышей, крыс.

Лабораторных животных размещают так, чтобы, с одной стороны, было обеспечено функционирование всех систем организма в пределах физиологической нормы, с другой – исключено взаимное перезаражение и распространение инфекции за пределы вивария. Животных содержат в виварии с учетом их физиологической потребности в освещенности и температуре. Так, мышам, крысам нужны полумрак и температура воздуха около 20 °С, морским свинкам, кроликам и курам – дневной свет и температура в пределах 16–23, 14–18 и не ниже 0°С соответственно. Плотность посадки должна составлять примерно 1 г массы лабораторных животных на 1 см 2 дна клетки. Животных обеспечивают регулярным и полноценным кормлением и постоянно питьевой водой.

Если виварий один, зараженных животных содержат изолированно от здоровых и с последних начинают уборку помещения и кормление. Для ухода за зараженными животными используют отдельный инвентарь и кормушки. Лучше иметь два вивария: для содержания здоровых и зараженных животных.

Обслуживающий персонал при работе в виварии пользуется спецодеждой: халатом, резиновыми перчатками, фартуком, непромокаемой обувью. В виварии ежедневно дезинфицируют инвентарь и проводят влажную уборку с применением дезинфицирующих веществ. По окончании эксперимента клетки дезинфицируют, погибших животных обезвреживают сжиганием в печах или автоклавированием.

В группу для проведения опыта подбирают животных с одинаковыми показа­телями массы, температуры, состава крови и т. д. От этого в значительной степени зависит успех выделения, титрования и пассирования вируса. При этом учитывают восприимчивость животных к различным вирусам. Отобранных животных метят, распределяют по банкам или клеткам, отмечают дату постановки опыта, его номер, заражающую или профилактическую дозу препарата и, если необходимо, как мечены животные. Последнее важно, когда в одной банке или клетке находятся животные нескольких групп.

Таблица 1

Масса животных в разном возрасте

4.3. Полученные из специализированного питомника (расположенного в том же городе, районе) животные размещаются сроком на три дня для адаптации к новым условиям. Последующие сроки изоляции или карантина для этих животных, а также для животных, полученных из питомника в других городах, определяются в зависимости от условий содержания животных, характера предстоящих экспериментов, расстояния и условий перевозки и др.

4.4. Для животных, полученных не из специализированных питомников, устанавливается следующий срок их карантирования:

Для мышей и крыс - 14 дней;

Для морских свинок и кроликов - 21 день;

Для собак и кошек - 30 дней;

Для остальных животных и птиц - 21 день.

В отдельных случаях для использования в экспериментах беременных свинок, новорожденных и молодых животных, а также в краткосрочных опытах срок карантирования может быть сокращен при условии размещения этих животных в изолированных помещениях и соответствующего наблюдения.

4.5. В период карантина за животными ведется ежедневное клиническое наблюдение, термометрия и регистрация общего состояния животных в специальном журнале по форме согласно Приложению N 5.

4.6. В карантинных и экспериментальных секциях животные помещаются в чистые, заранее продезинфицированные (проавтоклавированные) клетки.

4.7. Уход за животными, находящимися в карантине, осуществляется персоналом, закрепленным за данными помещениями.

4.8. Запрещается выносить из карантинных помещений в другие помещения и секции для экспериментальных животных корм, спецодежду и инвентарь.

4.9. В течение периода карантина производится периодическая смена клеток (ванночек). По окончании карантина освободившиеся клетки и инвентарь передаются в дезинфекционно-моечное отделение.

Чистка и мойка клеток и др. инвентаря из карантинных секций может производиться в общем дезинфекционно-моечном отделении вивария только после предварительного обеззараживания. Отходы также должны обеззараживаться, сжигаться. Методы дезинфекции, дезинсекции, режим автоклавирования устанавливаются в каждом конкретном случае в зависимости от специфики работы учреждения.

4.10. В период адаптации или карантина животное с подозрением на инфекционные заболевания подвергаются бактериологическому исследованию. При подтверждении инфекционного заболевания мыши, крысы, хомяки, морские свинки и кролики всей поступившей партией уничтожаются, а в отношении собак, кошек и др. домашних животных сроки карантина продлеваются в зависимости от установленного заболевания.

4.11. Помещения карантина после каждой партии переданных на эксперимент животных и после каждого случая выявления инфекционных заболеваний подвергаются тщательной дезинфекции.

4.12. В случае возникновения массовых заболеваний среди животных, находившихся в карантине, или при обнаружении в период экспериментов отдельных случаев инфекционных заболеваний, особо опасных для лабораторных животных и человека, в виварии проводится необходимый комплекс профилактических мероприятий. В этом случае проведение опытов на животных временно прекращается.

4.13. По истечении срока карантина животные передаются в экспериментальные секции.

V. Режим работы и основные правила содержания

лабораторных животных

5.1. В каждом отдельном помещении рекомендуется содержать животных только одного вида. Если по условиям эксперимента необходимо совместное содержание лабораторных животных разных видов в одной секции, то следует размещать их на разных стеллажах.

5.2. На каждой клетке (боксе, вольере и т.д.) должна быть этикетка с указанием данных о животном и сроках эксперимента (образец этикетки указан в Приложении N 6).

5.3. Лабораторные животные и птицы содержатся в клетках со сплошным дном на подстилке или в клетках с сетчатым дном - полом. В качестве подстилки применяются древесные опилки, стружка или подстилочный торф. Подстилка заранее автоклавируется или выдерживается в сухожаровом шкафу (при Т 150 - 180 град. C 15 - 20 минут). Толщина слоя подстилки в клетке - 5 - 10 мм. При содержании животных в клетках с сетчатым дном подстилка посыпается в поддон (противень).

5.4. Вся работа по уходу и содержанию лабораторных животных строится в соответствии с распорядком дня и регламентом работ, утвержденными руководителем данного учреждения. В распорядке дня предусматривается время на санитарную обработку помещения и оборудования, раздачу кормов и проведение экспериментальных работ и манипуляций.

5.5. Кормление лабораторных животных осуществляется в соответствии с нормами, утвержденными Приказом Министра здравоохранения СССР от 10 марта 1966 г. N 163.

5.6. Корма и полуфабрикаты хранятся в специально отведенном для этой цели помещении (складе). Выдача кормов производится в установленном порядке.

В кормокухне вивария допускается хранение не более чем 2 - 3-дневного запаса кормов. При кормлении животных гранулированными кормами и при наличии в клетках бункерных кормушек разрешается авансовое получение кормов со складов на 7 - 10 дней.

5.7. Для хранения запаса кормов на кормокухне и в кладовой вивария оборудуются специальные лари (металлические или обитые изнутри жестью). Скоропортящиеся продукты хранятся в холодильнике. Доставка кормов со складов производится специально выделенным персоналом (рабочими, не занятыми непосредственно уходом за животными).

5.8. Распределение кормов по комнатам-секциям производится специально выделенным для этих целей рабочим или персоналом кухни в продезинфицированной посуде (таре), закрепленной за каждой секцией. Списание кормов производится в установленном порядке согласно фактическому наличию животных на каждый день с представлением в бухгалтерию учреждения актов от лабораторий на вышедших из опыта или вынужденно убитых животных.

5.9. Вход в кормокухню персонала, осуществляющего уход за лабораторными животными, и посторонних лиц запрещается.

5.10. Снабжение лабораторных животных питьевой водой производится из водопровода, качество воды должно соответствовать ГОСТу "Вода питьевая".

5.11. Проращивание зерна на зеленую массу для подкормки лабораторных животных производится в специально отведенных для этой цели помещениях. Допускается скармливание животным корневой массы растений при отсутствии в ней плесени.

5.12. Раздача кормов и поение животных должны осуществляться только после окончания уборки помещения, чистки или смены клеток и выноса из секций грязного оборудования, поддонов с подстилкой и др. материалов, подлежащих дезинфекции или утилизации.

5.13. Чистка клеток и уборка комнат производится с помощью инвентаря, строго закрепленного за каждой комнатой.

5.14. При периодической смене клеток животные 1 - 2 раза в неделю пересаживаются в заранее продезинфицированные клетки с подготовленной кормушкой, поилками и подстилкой. Грязные клетки вместе с подстилками, кормушками и поилками передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки.

5.15. Чистка клеток осуществляется ежедневно. При этом загрязненная подстилка и прочие отходы из клеток собираются в специальные металлические бачки с крышками. Бачки с крышками плотно закрываются и передаются в дезинфекционно-моечное отделение.

5.16. При использовании клеток с сетчатым дном и изолированными от клеток поддонами последние периодически (не реже одного раза в неделю) заменяются новыми. Грязные поддоны с подстилками передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки.

5.17. При обслуживании одним рабочим нескольких видов лабораторных животных вначале обрабатываются клетки с морскими свинками, затем клетки с мышами, крысами и кроликами. В последнюю очередь обрабатываются помещения, где содержатся собаки и кошки.

5.18. Мыть и дезинфицировать клетки, кормушки, поилки непосредственно в секциях запрещается.

5.19. Перед окончанием рабочего дня в секциях производится влажная уборка с использованием 1% раствора хлорамина или др. дезинфицирующего вещества. Не реже одного раза в месяц производится санитарный день, в течение которого производится уборка всех помещений. Порядок проведения санитарного дня определяется заведующим клиникой (виварием).

5.20. Дезинфекция, чистка и мойка клеток, кормушек, поилок и др. инвентаря производится рабочими, специально закрепленными за дезинфекционно-моечным отделением. Контроль за эффективностью чистки и обеззараживания инвентаря возлагается на ветеринарного врача вивария.

5.21. Условия сбора, хранения, вывоза (или утилизации) отходов (подстилки, навоза, остатков кормов и т.д.) должны быть определены в каждом конкретном случае по согласованию с местными органами и учреждениями санитарно-эпидемиологической службы. При работе с инфицированным материалом необходимо производить обезвреживание отходов с помощью автоклавирования или обработки дезинфицирующими растворами.

5.22. В секциях с лабораторными животными необходимо установить постоянный контроль за температурно-влажностным режимом. Для контроля качества воздушной среды в помещениях, где содержатся животные, рекомендуется периодически (2 - 3 раза в месяц) определять концентрацию вредных газов (углекислого и аммиака).

5.23. Передача животных на опыты производится по разовым требованиям согласно годовой заявке от лабораторий, утвержденной руководителем учреждения. Работа с животными разрешается только в часы, предусмотренные распорядком дня вивария.

5.24. При обнаружении в секциях больных животных последние с ведома экспериментатора уничтожаются или переводятся в изолятор. Вопрос о дальнейшем использовании заболевших животных решается в течение не более 2-х суток.

5.25. Трупы животных до патологоанатомического вскрытия хранятся в специальном холодильнике диагностического кабинета не более одних суток, после чего подлежат утилизации. Хранение трупов животных в клетках и на полу в экспериментальных секциях категорически запрещается.

5.26. Патологоанатомическое вскрытие животных производится экспериментатором. В случае гибели животного вне зависимости от эксперимента на вскрытии присутствует представитель клиники (вивария).

5.27. Каждый случай падежа или вынужденного убоя животного должен быть зафиксирован в специальном журнале по форме согласно Приложению N 7.

5.28. Запрещено посещение клиники (вивария) посторонними лицами без специального разрешения. Сотрудники учреждения, выполняющие работу в клинике (виварии), обязаны:

А) соблюдать установленные правила распорядка дня и режим работы;

Б) вести систематическое наблюдение за своими экспериментальными животными;

В) вести первичную документацию, своевременно заполняя этикетки на клетках с экспериментальными животными;

Г) посещать только те помещения вивария, в которых находятся животные, закрепленные за данным сотрудником;

Д) по окончании экспериментов или любой др. текущей работы с лабораторными животными оставлять рабочее место в надлежащем порядке;

Е) следить за своевременным списанием вышедших из опыта или вынужденно убитых экспериментальных животных;

Ж) сообщать специалистам клиники (вивария) о всех замеченных случаях заболеваний среди экспериментальных животных, а также своевременно уведомлять специалистов вивария о предполагаемых патологических состояниях животных в соответствии с условиями эксперимента.

5.29. Сотрудникам учреждения, выполняющим работу в виварии с экспериментальными животными, запрещается давать какие-либо указания рабочим по изменению режима содержания и кормления животных без согласования со специалистами вивария.

5.30. При проведении совместных исследований на животных в других учреждениях сотрудникам лабораторий запрещается на это время работа в клинике (виварии) своего института (учреждения).

5.31. Все действия, которые могут причинить лабораторным животным боль (операции, тотальное обескровливание, вживание датчиков и пр., а также вынужденный убой животных), должны производиться с использованием наркотизирующих средств. Если по условиям эксперимента противопоказано применение анестезии, то все вышеуказанные действия необходимо проводить в максимально короткий срок, руководствуясь Правилами гуманного обращения с лабораторными животными (Приложение N 8).

VI. Правила личной гигиены

6.1. Весь персонал вивария должен быть обеспечен спецодеждой, спецобувью, мылом и полотенцами в соответствии с действующими правилами и нормативами.

6.2. В комнатах с животными, кормокухне, дезинфекционно-моечном отделении, операционной и диагностическом кабинете необходимо иметь дезинфицирующие растворы для обеззараживания рук.

6.3. Персонал вивария обязан:

А) приходя на работу снимать верхнюю одежду и обувь и надевать спецодежду, спецобувь;

Б) по окончании работы (желательно и до начала работы) пройти обработку в санитарном блоке (принять душ или ванну);

В) вешать домашнюю одежду и спецодежду обязательно в разных отделениях индивидуального шкафа;

Г) периодически (но не реже одного раза в месяц) дезинфицировать свои индивидуальные шкафы;

Д) по окончании каждого отдельного этапа работы в соответствии с распорядком дня, а также перед приемом пищи обязательно мыть и дезинфицировать руки.

6.4. Во всех производственных помещениях клиники (вивария) категорически запрещается принимать пищу и курить.

6.5. Все принимаемые на работу с лабораторными животными лица должны пройти медицинское обследование, включающее исследование на бациллоносительство возбудителей туберкулеза и всей группы кишечных инфекций. Последующие обследования проводятся не реже одного раза в год. Больные туберкулезом, венерическими заболеваниями, кожными и др. заразными заболеваниями к работе в виварии не допускаются.

6.6. При проведении на животных экспериментов с инфекционными возбудителями, опасными для людей, обслуживающий персонал вивария подвергается профилактической иммунизации.

6.7. Для всех вновь принимаемых на работу в виварий сотрудников проводится инструктаж по вопросам охраны труда и техники безопасности, правилам внутреннего распорядка в зависимости от выполняемой работы. Ответственность за проведение инструктажа возлагается на заведующего виварием. Допуск к работе без инструктажа запрещается. В дальнейшем не реже одного раза в год проводится повторный инструктаж. Результаты проведения инструктажа регистрируются в специальном журнале по форме, установленной приложением N 5 к Приказу Министра здравоохранения СССР от 20 июня 1968 г. N 494.

Цель: изучить правила техники безопасности, требования к подготовке, организации и проведению экскурсий в природе, научиться планировать, проводить и фиксировать наблюдения, ознакомиться с основными методами зоологических исследований и методами коллектирования позвоночных животных.

Оборудование и материалы: рабочая программа учебной практики по зоологии позвоночных, график учебного процесса обучения студентов специальности 050102 «Биология» в текущем учебном году, правила техники безопасности, приборы для наблюдений за погодой (флюгер, нефоскоп, барометр-анероид, гидрометр, термометры, снегомерная рейка, осадкомер Третьякова, объемный снегомер, ручной анемометр), компас, GPS-навигатор, шагомер, курвиметр, бинокль, планшет, карандаши, линейка, рулетка, дневник полевой практики, журнал полевой практики, основная и дополнительная литература по учебной практике.

Работа 1. Изучение рабочей программы учебной практики по зоологии позвоночных

Работа 2. Изучение правил по технике безопасности в период прохождения учебной практики по зоологии позвоночных

Изучите правила техники безопасности, составьте конспект.

Ознакомьтесь с состоянием окружающей среды в Вологодской области, используя «Атлас…» (1995), и с ландшафтно-эпизоотическим районированием территории Вологодской области (Радченко, 2007), составьте список природно-очаговых особо опасных заболеваний, выясните в медпункте ЧГУ и запишите схему прививок от клещевого энцефалита для студентов, поступивших в университет.

Ознакомьтесь со следующими природно-очаговыми заболеваниями и их профилактикой: туляремия, геморрагическая лихорадка с почечным синдромом (ГЛПС), лептоспироз, энцефалит клещевой (весенне-летний), боррелиоз системный клещевой (болезнь Лайма).

Работа 3. Изучение требований, предъявляемых к подготовке, организации и проведению экскурсий

Ознакомьтесь с материалом работы и ответьте на вопросы: какие этапы выделяют в экскурсионной работе? Какие работы выполняют педагог и обучаемый на каждом этапе?

Основной формой работы на полевой практике по зоологии позвоночных служат экскурсии в природу. Они имеют важное об­разовательное значение. Под руководством преподавателя студен­ты-биологи учатся наблюдать животных в естественной для них обстановке, знакомятся с фауной позвоночных животных конк­ретного района. При правильной организации экскурсий студенты смогут научиться узнавать животных по внешнему облику, по голосам, по сле­дам деятельности, устанавливать их биотопические и трофичес­кие связи, место и роль в биоценозах. На экскурсиях студенты приобретают навыки наблюдений за животными, навыки проведения зоологических экскурсий, которые в дальнейшем смогут приме­нить в самостоятельной работе при выполнении курсовых и дипломных работ, а также в своей педагогической работе со школьниками.

Экскурсии в природу проводятся с группами студентов из 10 – 12 человек. Это количество обучающихся на одного руководителя предусмотрено техникой безопасности при проведении экскурсий и походов в природу со студентами и школьниками. И, конечно же, большее количество людей затрудняет наблюдение за осторожными, подвижными живот­ными. Каждая экскурсия планируется и готовится заранее. Преподава­тель определяет основную тему предстоящей экскурсии, например: животные леса или луга. При этом он должен иметь в виду, что любая экскурсия будет в той или иной степени комплексной. Например, при экскурсии в смешан­ный лес будут встречены представители классов птиц, млекопита­ющих, земноводных и пресмыкающихся. При подготовке экскурсии преподаватель по карте или плану местности намечает основной маршрут, проходит его заранее, отмечает возможные объекты для наблюдений: следы, погрызы, погадки, гнезда, норы и т.д. Он должен представлять, какие примерно животные (обычные и массовые виды) могут встретиться на экскурсии. Заранее следует подготовить оборудование и одежду. Для наблюдений за птицами и крупными зверями необходим полевой бинокль (не менее 7 – 8-кратного увеличения). Нужно иметь набор оборудования: компас, план местности или под­робную карту, измерительные инструменты (штангенциркуль, линейку, мерную ленту длиной 10 – 20 м). Для сбора следов деятельности животных: по­гадок, старых гнезд и т.д. – необходимо иметь рюкзак и упако­вочную тару – коробки, пакеты и газетную бумагу. Желательно иметь фотоаппарат (видеокаме­ру), портативный магнитофон (диктофон) для записи и воспро­изведения голосов животных. На экскурсиях необходимы полевые оп­ределители птиц (млекопитающих и т.д.) с цветными изображе­ниями животных.

Экскурсия проводится при благоприятной погоде. Не следует проводить экскурсию при обильных осадках, грозе, сильном ветре. Желательно выбрать такое время суток, когда животные наиболее активны и их легче наблюдать.

Экскурсия делится на несколько частей: вводная часть, основ­ная часть и подведение итогов. В начале экскурсии преподаватель делает небольшое введение, знакомит студентов с целью экскурсии, ее продолжительностью, примерным маршрутом. На первой экс­курсии студенты должны познакомиться с географическим по­ложением, рельефом, гидрографией района, почвами, расти­тельностью. Преподаватель обращает внимание студентов на изменение естественных природных ландшафтов в связи с хозяйственной деятельностью людей, напоминает правила поведения на экскурсии, объясняет важность их строгого соблюдения; показывает, как правильно пользоваться биноклем, чтобы быс­тро обнаружить подвижное животное на значительном расстоя­нии, как незаметно подойти к нему, чтобы рассмотреть, услы­шать, зарисовать, сфотографировать. Студенты визуально опре­деляют и записывают в записные книжки состояние погоды: яс­ность солнечного сияния, степень и характер облачности, нали­чие или отсутствие тумана, дымки, осадков, направление и силу ветра. Преподаватель объясняет, как может изменяться поведение животных при разных параметрах среды. После небольшой вступительной беседы группа направляется на экскурсию. Важно соблюдать определенный порядок следования на экс­курсии: преподаватель идет впереди, студенты следуют за ним компактной группой. При обнаружении животного преподава­тель делает знак, чтобы все остановились и обратили внимание на наблюдаемый объект.

На экскурсии преподаватель рассказывает только о том, что удается наблюдать. Результаты экскурсии представляют собой то, что студентам удалось увидеть, услышать, зарисовать, изме­рить (сфотографировать, снять камерой), записать в записную книжку. Преподаватель дает лишь небольшие пояснения наблюда­емым явлениям. Основа экскур­сии – это наблюдения и небольшие самостоятельные работы сту­дентов. Они рассматривают, определяют, измеряют, рисуют схе­мы. Записи делаются краткими, в дальнейшем в лаборатории во время камеральной обработки со­бранного материала студенты расшифровывают полевые записи. Используя специальную литературу, каждый студент состав­ляет дневник полевой практики, в который заносит все со­бранные и обработанные в лаборатории сведения. Нужно тщательно описывать маршрут, природную обста­новку (рельеф, растительность и т.д.), состояние погоды, количество встреченных отдыхающих и т.д. во время каждой экскурсии. Эти описания обычно предваряют все другие экскурсионные наблюдения. Обычно экскурсия продолжается 3 – 4 часа, за это время практиканты проходят 3 – 7 км.

Следует обратить особое внимание на узнавание животных в природе по внешнему облику, го­лосам, следам деятельности. Большую пользу в обучении могут оказать запи­си пения птиц (например, размещенные на сайте http//www.ecosystema.ru). Можно использовать магнитофонные записи го­лосов птиц и во время экскурсий, например, в лесу для подманивания скрытно держащихся видов.

В конце экскурсии подводятся итоги, отмечаются все на­блюдавшиеся виды животных, уточняется фенологический период их жизни, отмечаются редкие, обычные и многочисленные виды.

Работа 4. Методы полевых исследований по зоологии позвоночных

Ознакомьтесь с приведенными в работе сведениями, и, используя литературу, указанную в конце пособия, ответьте на вопросы и выполните задания.

Какое значение имеют методы исследования для учебной полевой практики? Какие основные группы методов полевых исследований принято изучать в рамках учебной практики?

Перечислите основные методы фаунистических исследований.

Какие методы называют прямыми методами изучения животных, а какие – непрямыми?

Что понимают под протоколами наблюдений?

Какие требования предъявляются к записи наблюдений?

Приведите пример содержания самой простой карточки наблюдений.

Назовите основные типы полевых дневников.

В какой программе Windows ведут протоколы наблюдений? Какую информацию содержат таблицы таких дневников?

Какими графическими материалами дополняются экскурсионные записи наблюдений?

Перечислите комплект личного снаряжения и оборудования, включая хирургический инструмент, необходимого для прохождения учебной практики по зоологии позвоночных.

В каком виде сохраняют позвоночных животных для научных и учебных целей?

Ознакомьтесь с дневником Ч. Дарвина во время его путешествия на корабле «Бигль» как образцом работы естествоиспытателя.

Что такое погода? Какие элементы погоды выделяют при ее характеристике? Какие приборы используются для определения температуры, влажности, давления воздуха? Какими приборами определяются скорость, направление и сила ветра?

Какие параметры метеорологических факторов являются оптимальными, а какие критическими для насекомоядных, мышевидных грызунов, куньих-миофагов, куньих-ихтиофагов, копытных?

Как осуществляется движение по азимуту?

Как работают с шагомером и курвиметром?

Какое место занимают географические карты и схемы в зоологической работе? На каких этапах зоологических экскурсий их используют и для каких целей?

Значение методики для успешного проведения экскурсии и исследовательской работы. Успех намеченной экскурсии и исследовательской работы в значительной степени определяется правильно выбранной методикой. Под методикой подразумевается сумма технических приемов, направленных на разрешение той или иной научной проблемы.

Этапы проведения экскурсии и исследования. Экскурсия и исследование осуществляются в несколько этапов – подготовительный, сбор материала в поле, камеральная обработка, обобщение, практическое использование полученных результатов (в частности в курсовой работе или школьном курсе биологии). Последовательность этапов может быть другой, этапы могут повторяться в процессе корректировки исследовательской работы и экскурсии.

Протоколы работы и дневники наблюдений . Запись наблюдений имеет в полевых исследованиях наземных и водных позвоночных исключительно большое значение. Только запротоколированный факт имеет подлинную научную ценность и представляет собой настоящий документ. Запись наблюдений необходимо делать сразу же после наблюдения, ни в коем случае не полагаясь на память (даже при исключительной памяти обилие разнообразных впечатлений может отразиться на точности и достоверности отсроченной фиксации увиденного). При этом можно вести запись сначала на диктофон, затем переносить ее на цифровые или бумажные носители. В записях нужно разграничивать твердо установленные факты от догадок, предположений и сведений, собранных путем опроса других лиц.

Существует несколько способов записи наблюдений, но независимо от того, какой из них используется, необходимо соблюдать некоторые общие правила:

производить записи немедленно или вскоре после наблюдения;

запись наблюдения делать с предельной точностью и ясностью;

всегда указывать дату, время, место и условия наблюдения;

запись делать разборчиво, по возможности без сокращений; если используются сокращения, то они расшифровываются сразу по возвращении с экскурсии.

Тщательное, аккуратное оформление записей чрезвычайно облегчает их последующую обработку. В качестве полевого дневника удобно использовать записные книжки с плотной бумагой, в твердом переплете, формата приблизительно 8 × 11 см. При таком размере дневник свободно помещается в кармане полевой куртки. Записи делаются мягким (2М, В, НВ) простым карандашом или шариковой ручкой, желательно на одной стороне листа. Дневники нумеруются, и на первой странице делается надпись, указывающая период наблюдений, фамилию автора и его адрес с просьбой о возвращении в случае потери.

Наиболее распространенным видом дневника является хронологический дневник. Его часто называют дневником первичных записей . В нем наблюдения протоколируются ежедневно и по порядку. В начале записи указывается число и день недели, затем дается краткая характеристика погоды, далее – экскурсионный маршрут за день и, наконец, следует подробное изложение произведенных наблюдений. Такой дневник имеет те преимущества, что в нем детально фиксируются ход и условия работы, точно отражается последовательность развития сезонных явлений, что позволяет сформировать ясное представление об общих закономерностях в природе в разные годы. А сама техника записей в этом случае максимально простая. Серьезным недостатком хронологических дневников является сложность выборки данных по отдельным видам, местообитаниям и другим вопросам.

Другой вид дневников – предметный , или тематический . Он часто напоминает лабораторный журнал, его страницы обычно имеют вид таблиц, в которые вносятся данные. Нередко дневник заменяется карточками разного формата. В них или в дневниках фиксируются сведения по каждому виду или вопросу последовательно, по мере накопления, в заранее продуманной и подготовленной форме. Содержание и форма самой простой карточки или таблицы представлены ниже.

Фиксация записей в виде таблиц, особенно в приложении Microsoft Office Excel, позволяет обрабатывать данные по видам, биотопам, сезонам, времени суток и т.д. Заполнять такие карточки или таблицы желательно сразу после экскурсии.

Делая первичные записи в полевом дневнике, желательно записывать не только целевые наблюдения (наблюдения объекта исследования), но и другие натуралистические факты, которые в последующем анализе материалов наблюдений позволят сделать более точные оценки и выводы. Как образец работы можно рекомендовать дневник Ч. Дарвина во время его путешествия на «Бигле» (Дарвин, 1935).

Современное полевое зоолого-экологическое исследование должно дополняться графическим материалом – картосхемами, рисунками, фотографиями, а также аудио- и видеозаписями.

Карта или план местности необходимы для полевой работы как в период подготовки, когда происходит предварительное заочное ознакомление с районом и намечаются основные участки и маршруты, так и во время работы в поле. Поэтому следует заранее обеспечить себя как можно более подробными и точными картами и планами или расшифрованными планшетами аэрофото- и космической съемки. В северных лесных районах можно использовать планы леспромхозов с нанесенной на них квартальной сетью, сильно облегчающей не только ориентировку на местности, но и нанесение на карту нужных зоологу данных. Часто кварталы имеют стороны всего в 1 км, а в пределах квартала на плане могут быть обозначены так называемые «выделы», т.е. отдельные участки леса или других угодий. Такие подробные планы представляют исключительную ценность и удобство.

Полезный планово-картографический материал можно получить в местных органах управления, охотничьих хозяйствах, а также у геологов, почвоведов и у геоботаников. Геоботанические карты и планы заслуживают наибольшего внимания в силу исключительного значения растительных сообществ для жизни животных. Карты растительности дают исходный материал для последующей зоолого-экологической оценки. Карты и схемы используются для ориентирования на местности, для нанесения на них маршрутов, учетных линий, пробных площадок и т.д., а также для биосъемки, т.е. для нанесения на нее различных специальных зоологических данных – распространения наиболее важных видов животных, мест их массового скопления, зимовок, путей миграций и кочевок, плотности населения, численности, местонахождения нор, гнезд, колоний, солонцов, водопоев, распределения кормовых ресурсов, изохрон фенологических явлений и т.п.

Если возникает необходимость картирования отдельных небольших участков, почему-либо особенно важных для работы – водоемов, заселенных ондатрой, выхухолью или водоплавающими птицами, колоний, нор или гнезд, то необходимо познакомиться с методикой глазомерной съемки хотя бы в кратком изложении (Новиков, 1949) и включить в научное снаряжение необходимое для нее оборудование: планшет, компас, трехгранную линейку, миллиметровую бумагу, желательно шагомер.

Научная зарисовка . Зоолог должен овладеть минимумом технических приемов рисования, достаточных для изображения необходимой информации. Образцом по использованию техники рисунков являются работы А.Н. Формозова (рис. 1). Рисунок должен схематично, но точно передавать форму и относительные размеры объекта. Обычно необходимо обозначить масштаб или размеры объекта. При зарисовке гнезд важно показать схему расположения их в ветвях.

Рис. 1. След правой передней лапы лисицы, выполненный штриховым и контурным рисунками (по: Формозов, 1989)

Фотографирование . Фотоаппарат прочно вошел в основной арсенал зоолога. Развитие цифровой техники создало основу для еще более широкого применения фотографии в научной работе. Снимок, правильно этикетированный, является не простой иллюстрацией, а таким же научным документом, как запись в дневнике, карта или коллекционный экземпляр. Иногда фотография, например фотография местообитания животного, может заменить длинное описание и дать при этом более ясное представление того, о чем идет речь. Биологические снимки необходимо снабжать какими-либо масштабами для оценки размеров объектов: положить около следа линейку, разместить рядом спичечный коробок, футляр для очков и пр. Без масштаба фотография теряет значительную часть информации. Для съемки животных в природе можно применять некоторые охотничьи приемы – скрадывание, подманивание на голос, засады. Хорошие результаты дает использование скрадка. Если позволяют средства, можно использовать фотоловушки – стационарно установленные фотокамеры с тепловизорами и электромагнитным спуском. Развитие навыков съемки животных следует начинать с домашних животных.

Экскурсионное и экспедиционное оборудование. Успех полевой работы в значительной мере определяется обеспеченностью необходимым оборудованием и снаряжением, о котором в деталях можно прочитать в различных монографиях (см., напр.: Сабанеев, 2004).

Общие естественнонаучные методы полевой работы. Часто необходимые данные по микроклимату гнезд или нор, по защитным условиям различных местообитаний, параметрам среды обитания (например, почвенным), по состоянию кормовых ресурсов и т.д. получают, используя многочисленные приемы и методы, детально описанные Г.А. Новиковым (1949).

Общие зоологические методы полевой работы обычно подразделяют на:

методы фаунистических исследований, позволяющие установить видовой состав животных, обитающих на интересующей территории;

методы количественной оценки популяций;

методы изучения размножения позвоночных животных;

методы изучения питания животных;

методы изучения и регистрации активности животных;

методы изучения сезонных перемещений животных, в частности – миграций птиц (Новиков, 1949). Все эти группы методов имеют специфические особенности при изучении представителей разных классов позвоночных животных – круглоротых, костных рыб, земноводных, пресмыкающихся, птиц и млекопитающих. В рамках практики по зоологии позвоночных ознакомление с основными методами осуществляется на более доступных для наблюдений видах.

Следует заметить, что применяемые в настоящее время методы количественного учета всех позвоночных животных обычно разделяют на две группы. Первая группа включает методы, при использовании которых определяется или общая (тотальная) численность популяции какого-либо вида (например, в результате полного пересчета зверей на морских лежбищах), или плотность населения вида – количество особей на единицу площади учета (например, в результате полного вылова зверьков на пробных площадках). Их называют методами абсолютных учетов численности. Вто­рая группа объединяет методы, которые позволяют определить относительное обилие (относительную численность) вида – количество особей на какую-либо условную единицу измерения: расстояние, время, число встреч за экскурсию или другие показатели. Например, часто подсчитывают число птиц на один километр маршрута, за один час экскурсии или наблюдений на одной точке, про­цент числа встреч конкретного вида от общего числа встреч всех видов за определенное время либо на определенном рас­стоянии. Методы относительного учета обычно используют при изучении фауны для получения сведений о биотопических пред­почтениях отдельных видов или групп видов. Они также делятся на две группы. Первая группа включает способы относительного косвен­ного учета, вторая группа – способы относительного прямого учета. Например, к группе способов относительного косвенного учетаотносится оценка численности зверьков по биологическим индикато­рам. В связи с тем, что хищные птицы-миофаги изменяют районы обитания в за­висимости от обилия (численности) служащих им пищей мел­ких млекопитающих, эти птицы могут быть использованы в ка­честве индикатора заселенности угодий мелкими зверьками (Формозов, 1989).Кгруппе способов относительно прямого учета относится метод учета земноводных и мышевидных грызунов направляющими заборчиками с ловчими конусами.

Основными методами, используемыми для установления видового состава фауны, являются прямые наблюдени я и определения животных в природе . Наблюдать диких животных не всегда легко, так как многие из них скрытные и осторожные или ведут ночной образ жизни. Для наблюдения за дикими животными часто достаточно бинокля и обычного полевого снаряжения (фотоаппарата, записной книжки и пр.). Нередко приходится прибегать и к специальной технике и приборам.

Наблюдения за дикими животными проводятся или на экскурсиях, или путем подкарауливания, сидя на одном месте. Экскурсии могут быть обзорными и целевыми (тематическими). В первом случае экскурсия ведется по какому-либо маршруту и материал собирается подряд, но обычно каждая вылазка имеет свою цель, то более, то менее широкую, но всегда вытекающую из общего плана и программы исследования. Такими экскурсиями могут быть экскурсии для изучения видового состава отдельных биотопов, для наблюдения суточного цикла, сбора материала по питанию и т.п.

Если вы заметили зверя или птицу, то лучше в первый момент не останавливаться, а идти дальше, делая вид, словно не заметили животное. В этом случае оно не так пугается. При скрадывании животного самое важное не делать никаких резких движений, продвигаться постепенно, пользуясь моментами, когда животное чем-нибудь занято, и двигаться не прямо на него, а стороной. При скрадывании зверей нужно внимательно следить за направлением ветра, ибо млекопитающие руководствуются преимущественно обонянием, а затем уже слухом.

Подкарауливание. При умелом выборе места и времени наблюдения подкарауливание позволяет познакомиться с самыми сокровенными сторонами жизни диких животных и получить интереснейшие данные об их экологии и поведении. Особенно полезно устраивать засады около гнезд, нор, на местах кормежки, около водопоев и купалок, у солонцов, на берегах озер и рек, где боровая дичь собирает гальку, на тропах, путях переходов, перелетов или на местах остановок во время миграций. Как экскурсии, так и подкарауливание лучше всего проводить ранним утром или вечером.

Подкарауливание дает еще большие результаты, если применять подманивание животных на пищу, голос и т.д.

Коллектирование собранного материала. Отлов животных, их препарирование и обработка для длительного хранения, сбор продуктов жизнедеятельности животных и их хранение – непременные процедуры, сопровождающие зоологические исследования. Коллектирование животных, принадлежащих к разным классам позвоночных животных, имеет свои особенности и детально описывается в специальных руководствах. В рамках общей практики по зоологии предусматривается ознакомление с некоторыми приемами и методами отлова, препарирования и длительного хранения только амфибий и мелких млекопитающих. Для препарирования животных и снятия необходимых промеров требуются следующие инструменты и материалы (рис. 2): весы с разновесами, линейка, складной метр или рулетка, штангенциркуль, нож-

Рис. 2. Некоторые инструменты для препарирования животных: штангенциркуль, плоскогубцы, острогубцы, скальпели, ножницы, пинцет

ницы, скальпели, пинцеты, скребки для чистки черепов, плоскогубцы или круглогубцы, напильник, мелкозернистый брусок, иголки и нитки, ватман, бумага оберточная, иголки английские, вата и пакля, крахмал (мука картофельная), соль бария или мышьяковистый натр, кисти волосяные, нафталин или другие инсектициды, марля, несессер или футляр для хранения препаровальных инструментов.

Работа 5. Ознакомление с районом проведения практики по зоологии позвоночных

Ознакомьтесь с приказом ректора ЧГУ о прохождении практики студентами, обучающимися по специальности 050102 «Биология» в 2009/10 учеб. г. Используя картографические материалы кафедры биологии ЧГУ, подготовьте индивидуальные карто-схемы района или районов прохождения практики.

Виварий является важной частью научно-исследовательских институтов, лабораторий и других учреждений, где проводят исследования на животных. Для вивария совершенно не пригодны подвальные или неприспособленные помещения (сараи, пристройки и т. д.) с большой влажностью и сквозняками. Здание вивария, как и питомника для разведения животных, следует строить на возвышенном и сухом месте, с прилегающим к нему земельным участком. В виварии должно быть достаточно солнечного света, участок, прилегающий к помещениям, защищают от ветра. Территорию вивария обносят глухим забором; в непосредственной близости к основному помещению устраивают вольеры.

Здание вивария состоит из основных помещений, в которых содержат лабораторных животных, и подсобных. В каждой комнате вивария должны находиться животные одного вида. Как правило, крупных лабораторных животных (обезьяны, собаки) содержат в различных комнатах, также отдельно содержат кошек. Мелких животных (морские свинки, крысы, мыши) размещают обычно в одном помещении. Собак и кроликов можно содержать вне помещения, в клетках под навесом или в вольерах.

Важной и необходимой частью вивария являются подсобные помещения: кухня, комната для персонала, карантин, изолятор, мойка. Кухню для приготовления кормов оборудуют плитой и холодильником с подводкой горячей и холодной воды. Кухню размещают в одном здании вивария рядом с кладовыми для корма. Комнату обслуживающего персонала оборудуют индивидуальными шкафчиками для хранения спецодежды и спецобуви. К ней должна прилегать душевая установка для персонала вивария. Всех поступающих в виварий животных переводят в основное отделение только после пребывания в карантине. Помещение карантина должно быть изолировано и иметь все необходимое для ухода за животными. Наряду с этим необходимо иметь изолятор для заболевших или подозрительных по заболеванию лабораторных животных, а также помещение для вскрытия трупов. Предусматривается помещение для мойки, дезинфекции и сушки клеток и другого инвентаря вивария, а также спецодежды сотрудников. В виварии должна находиться печь для сжигания трупов и ванна для купания животных.

Необходимой частью вивария является клиника для животных. В клинику помещают после операций обычно собак; они находятся в ней до тех пор, пока не выйдут из тяжелого состояния после выполненного вмешательства. Клинику оборудуют специальными клетками или клетками обычного типа; в ней должны быть горячая и холодная вода, газ, аптечка с необходимыми лекарственными препаратами для выхаживания животных. В зависимости от характера проводимых исследований клинику оборудуют специальными станками для фиксации животных.

Полы вивария, особенно основного отделения, должны быть водонепроницаемыми и иметь уклон к стокам канализации. Полы покрывают пластиком, метлахской плиткой, бетонируют или в крайнем случае асфальтируют. Стены на высоту 2 м от пола покрывают глазурованной плиткой, пластиком или окрашивают масляной краской. Система канализации должна иметь широкие стоки, позволяющие избежать засорения, покрытые металлической решеткой. Сточные воды перед их поступлением в общую канализацию необходимо обезвреживать.

В помещениях вивария, помимо естественной вентиляции (форточки, фрамуги, открывающиеся окна), устраивают приточно-вытяжную вентиляцию с многократным обменом воздуха. Отопление вивария должно быть центральным, необходимо предупреждать появление сырости и поддерживать температуру в пределах 12-18°.

В зависимости от профиля научно-исследовательского учреждения (экспериментальная хирургия, нормальная и патологическая физиология, микробиология, токсикология и т. д.) при планировке вивария следует предусмотреть необходимые специальные дополнительные помещения. В ряде случаев выделяют изолированные помещения для содержания лабораторных животных, зараженных культурами возбудителей особо опасных инфекций и радиоактивными веществами, с операционной при каждом из этих помещений. Каждое помещение должно иметь холодильник и необходимое оборудование для заражения животных и вскрытия трупов.

Руководить виварием должен специалист-зоотехник, прошедший подготовку в области лабораторного животноводства.

Собаки . При клеточном содержании собак в основном отделении вивария не должно быть скученности, так как при этом создаются неблагоприятные санитарно-эпидемиологические условия с опасностью быстрого распространения инфекции на большую группу животных. Собак лучше помещать в отдельные небольшие комнаты с устройством в каждой из них 5-6 клеток.

При необходимости сбора мочи собак помещают в так называемые обменные клетки, пол которых устроен из сетки и подвижного лотка со стоком.

Собаки с беззвучным лаем. Поскольку содержание большого количества собак связано с определенными трудностями из-за шума, который создают лающие животные, в ряде случаев прибегают к перевязке возвратных нервов на шее с обеих сторон, в результате чего денервируются голосовые связки и собаки теряют способность лаять.

Техника операции. Оперируют животных под морфинным обезболиванием с добавлением местной анестезии (0,5 или 0,25% раствором новокаина) или под эфирным наркозом. Разрез кожи длиной 8-10 см проводят по срединной линии шеи от нижнего края щитовидного хряща вниз. Рассекают фасцию вместе с кожной мышцей шеи. Тупо разъединяют обе грудино-подъязычные мышцы, левую мышцу отодвигают кнаружи (рис. 1). В клетчатку между левой грудино-подъязычной мышцей и трахеей вводят раствор новокаина. Возвратная ветвь блуждающего нерва проходит в узкой щели между трахеей и пищеводом и прилегает к задне-боковой поверхности трахеи. Нерв обнаруживают в клетчатке на уровне 6-10-го кольца трахеи, выводят в рану тупым крючком и пересекают или резецируют на протяжении 1 см. Крючки извлекают и левую грудино-подъязычную мышцу укладывают на место. Таким же путем пересекают возвратную ветвь блуждающего нерва справа. Необходимо учитывать, что на уровне верхних колец трахеи возвратная ветвь блуждающего нерва делится на конечные ветви и принимает рассыпной тип. Пересечь при операции все мелкие нервные веточки не удается, и операция может не дать желаемого результата.

У собак после перерезки возвратных нервов наблюдаются явления дыхательной недостаточности, что делает их не пригодными для сложных экспериментальных операций (Л. М. Нагибин и др., 1967; Н. А. Супер и др., 1967).

Кошки . Содержать кошек в виварии трудно, поскольку они не переносят клеток. Для кошек отводят специальную комнату, где они имеют свободу перемещения. В этих условиях они могут жить в виварии длительное время. Комната должна быть светлой, теплой, хорошо вентилируемой, с полками для сидения кошек. На полу комнаты устраивают отхожее место, представляющее собой ящик, заполненный сухим песком, торфом, опилками. Ящик следует часто очищать, запах в комнате может быть устранен перманганатом калия.

Кролики и мелкие лабораторные животные . Животных содержат в клетках, размещенных на стеллажах, смонтированных в виде батарей, или комплектах клеток, расположенных на колесах. Клетки устанавливают на стеллажах на расстоянии 30-50 см от стен, нижний ряд клеток должен располагаться в 50- 70 см от пола. Между стеллажами оставляют проход не менее 1 м. Этажи клеток на стеллажах или батареях изолируют друг от друга водонепроницаемым материалом, исключающим попадание экскрементов на расположенные ниже клетки.

В зависимости от вида животного рекомендуются следующие размеры клеток (В. Н. Иванов, 1967): для мышей (10-20 животных) -200X300Х150 мм, для крыс (10- 15 животных) - 334X450X200 мм, для морских свинок (5-10 животных) - 486X450X200 мм, для кроликов (1-2 в зависимости от возраста и породы)-486X450X300 мм.

Клетки делают из различных материалов: жести, проволоки, стали,
фанеры, пластика и т. д. Они должны быть прочными и экономичными, легко очищаться, быть стойкими к дезинфицирующим веществам и термической обработке. Клетки из нержавеющей стали наиболее приемлемы для работы с радиоактивными изотопами.

Рис. 1. Операция выделения и пересечения ветвей возвратных нервов для создания беззвучного лая у собак.
1-левая доля щитовидной железы; 2 - возрастная ветвь блуждающего нерва; 3 - левая грудино-подъязычная мышца (оттянута крючком); 4 - пищевод; 5-трахея.

Комната, где располагаются клетки с животными, должна хорошо вентилироваться, относительная влажность воздуха должна быть в пределах 40-45%. Даже при наличии приточно-вытяжной вентиляции с целью снижения содержания в воздухе аммиака и продуктов жизнедеятельности животных рекомендуется применять торфяные подстилки или опилки с добавлением суперфосфата. Процесс уборки клеток может быть автоматизирован; уборка осуществляется 1-2 раза в сутки.

На передней стенке клетки устанавливают кормушку, автопоилку и вешают табличку, на которую заносят основные данные о животном, виде оперативного вмешательства и т. д.

Кроликов и морских свинок нередко содержат вне помещений вивария. Для этого используют клетки, располагая их в несколько ярусов, под общей крышей. Наружное содержание способствует выращиванию здоровых, более стойких к различным заболеваниям кроликов и большей частью распространено в питомниках.